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1、我们实验室用的银染方法1.50%甲醇浸泡15分钟(置于摇摆床上,以下省略,本步骤两次,每15分钟更换一次)2.10%甲醇浸泡10分钟3.水漂洗3次,每次数秒4.2μM DTT溶液浸泡20分钟5.0.1%硝酸银溶液浸泡20分钟6.水漂洗3次,每次不超过15秒(每次约150ML)7.显色液漂洗3次,每次不超过15秒(每次约100ML)8.显色液浸泡显色至看到目的蛋白带(约200ML)9.10G柠檬酸定影显色液:15G无水碳酸钠溶于500ml水,用前加入250μL福尔马林搅拌均匀水用双蒸水就可以,纯度越高越好,其他试剂用分析纯,据书
2、上说甲醇用化学纯的比分析纯更灵敏此方法出自冷泉港蛋白质技术指南(实际上是其蛋白质技术会议的总结)灵敏度稍低于分子克隆上老方法,但是非常方便,也比其他方法快速,只需要1.5小时,我染出来的胶非常漂亮,有需要的话可以上传给大家看看一般来说，高背景是由于杂质产生的，银染的水质很重要，最好要用去离子水或双蒸水，装胶的器皿也一定要洗得很干净。固定、银染之后均需充分的漂洗。其实银染就是银镜反应，可能是你的样品浓度高，所以白了，浓度更高还会变成一条能反光的带。固定时间不需加长，我有时来不及还减少固定时间，银染关键是器皿和溶液干净，显色前胶一定
3、要漂干净大板本来效果就差点，浓度越大，条带形状越差，这也很正常，银染薄点的胶效果要好些，因为染的是表面的蛋白1.取下凝胶,蒸馏水冼胶30秒.2.0.1%硝酸银染色10分钟.3.弃去染色液,蒸馏水洗胶1分钟.4.显色液显色15秒,换用新的显色液,显清条带为止.显色液配方:10克氢氧化钠+0.2克碳酸钠+2m甲醛溶液,定溶到500ml.这个染色方法挺好的,我用过.注意染色时间不能长.材料没什么要求，玻璃会更好一点，但不好搞到，我们是见到什么大小合适就用什么。液体的量一般是胶体积的5倍，比如13×13×0.1cm的胶，用一百ml一定够
4、，80也行。我的经验是：1.取下凝胶用去离子水冼胶30秒三次，2.0.1%硝酸银染色10分钟.3.弃去染色液,蒸馏水洗胶1分钟（换2次去离子水）4.显色液显色15秒,换用新的显色液,显清条带为止.不要试图将所有的条带都显出来，要求越高可能导致背景就深，5.染色后要用固定液（冰乙酸）终止染色，6.固定3分钟后再用去离子水洗涤2遍（整个试验比较费去离子水）。我的做法是这样的，染色效果还可以10%的乙醇固定10分钟，ddH2O洗一次，2分钟。1%的硝酸脱色4分钟，ddH2O洗两次，每次1分钟。0.2%AgNO3染色20分钟，ddH2O
5、洗三次，每次1分钟。NaCO3-甲醛显色至条带出现。我的感觉是乙醇和硝酸重复使用的次数不要太多，这样效果不好，NaCO3-甲醛得质量很关键，我们有一次换了试剂，效果非常差银染法分以下几个程序：1、固定2、敏化3、银育4、显影5、停显此外，其间还有数步的漂洗程序。在你的银染方法中没有敏化过程，不过也中可以的，只是灵敏度会下降。银染法还可分为碱性银染和酸性银染法，为何称为酸法？是指硝酸银这一强酸弱碱盐溶液因水解呈酸性而得名？何为二胺类银染法？俺知道有银铵法，即在硝酸银溶液中加入氢氧化钠，银离子在氢氧化钠的作用下生成氢氧化银沉淀，后加
6、入过量氨水，形成可溶的银铵络和物，而后者经甲醛还原为单质银颗粒。二胺法可是指此络和物为二铵盐？您这里的“胺”应为“铵”。至于敏化作用，众说纷纭，且银染的灵敏度相当高，对常规分子生物学实验已是牛刀小用，敏化俺认为还是不用的好，因为对背景不利。对于银染的研究在80年代的electrophoresis杂志中多有报道。小经验：为便于控制显影速度，得到最佳的信噪比，银染的显影液温度不要过高，以10度左右为宜，高则易显影过度，背景深，低则显影时间长。请兔子兄将您的大作上传，大家学习学习。有人建议在显色液中加0.02%的硫代硫酸钠来降低背景，
7、我还未实践，不知牛兄和兔兄有无此经验？还有灌胶用的玻璃板是否已经洗干净。染色液:1g硝酸银、1升水显影液：20g氢氧化钠、0.4g碳酸钠、4ml甲醛、1升水步骤：1、将要染的胶板用水清洗10—15s 2、放入染色液中摇床轻摇8—10min 3、用水清洗10—15s，再加入少许显影液摇10—15s 4、放入显影液中摇床轻摇5min左右直至条带清晰。此种方法染出的胶底色淡黄，带清晰。不足之处就是不易保存，在胶干透之前最好拍照或扫描。固定:１０%乙醇+０.５%冰醋酸３分钟染色:０.２%ＡgNO3
8、+10%乙醇+0.5%冰醋酸12分钟清水漂洗10-15s显色：3%NaOH+0.5%甲醛（用时加）10min左右对比以后觉得比那个用Na2CO3显色的方法好多了，无论是花费的时间还是银染的效果。呵，传张胶的照片佐证啊！顺便请教一下各位，为什么我跑电泳的时候靠近电
