心肌梗死的动物模型制作的论文

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1、心肌梗死的动物模型制作的论文【关键词】心肌梗死模型动物心肌梗死是严重危害人类健康的心血管疾病，也是主要致死因素之一。在心血管疾病研究中，动物模型被广泛用于发病机制和药物治疗研究。研究目的不同则所需的动物模型平台亦不同，心肌梗死动物模型的有效建立是完成相关实验的前提，对研究急、慢性心肌梗死的病理演变过程、诊断及治疗均有重要意义。目前国内外常见的建立心肌梗死动物模型的方法主要有两大类：⑴采用各种方法直接造成冠状动脉狭窄或堵塞，其试验周期短，可以观察梗死后再灌注对心肌细胞的损伤。⑵诱发冠状动脉粥样硬化形成狭窄与梗死，其试验周期长，死

2、亡率较高。通过开胸结扎不同部位冠状动脉建立急性心肌梗死模型已沿用多年[1～5]，结扎大鼠冠状动脉是医学实验中已得到公认、最常用的心肌梗死模型。国外多采用jons法[6]即在自主呼吸下，开胸迅速挤出心脏，结扎冠状动脉。结扎时固定部位于左心耳下缘与肺动脉圆锥间，以左冠状静脉主干为标志，连同一小束心肌一同结扎，于左心耳根部下方2mm处进针，在肺动脉圆锥旁出针，深度为0.3mm～0.5mm，过浅缝线易于脱落、血管结扎不完全，过深易致传导阻滞。由于大鼠冠状动脉发育变异较大，血管常显示不清，此时可固定部位盲扎，亦可达到结扎目的。观察近心尖

3、的左室前壁，是否失去原有光泽，而显暗灰色或青紫色；收缩力是否降低或消失。.观察心电图是否逐渐出现st段弓背向上抬高及q波等，心电图变化才能说明冠脉结扎情况，只有看到上述肯定结果，才可关闭胸腔，否则需重新结扎冠脉。此法结扎冠状动脉后心电图及病理表现相似，多为广泛前壁心肌梗死，稳定性较好。在开胸状态下直接用缝合线结扎冠状动脉分支，造成该支配区域的永久性缺血。此法动物创伤大、死亡率高，要求术者技术娴熟，动作快，难度大。大鼠右肺四叶，左肺一叶，呈海绵状，有时左肺将心脏大部分覆盖，因此在开胸时最易伤及充气的肺组织。因而宜在短时间内调小潮

4、气量，结扎冠脉时需拉开肺组织，稍有不慎，手术器械或拉钩就可能损伤肺。因大鼠无纵隔结构，开胸后造成开放型气胸；还需注意气管插管时避免暴力损伤气道，以免形成气管瘘，注射654-2控制分泌物等。这些都是影响模型建立是否成功和术后存活率的主要因素之一。有人在此基础上进行改进，即在开胸状态下用缝合线环套冠状动脉分支，拉紧闭环可造成冠状动脉分支支配区域的缺血，闭环松开后，血管再通[7]。这种拉线法心肌缺血再灌注模型简单易行，可以对缺血时间进行精确的控制，从而量化心肌缺血负荷的大小。为避免了麻醉引起的死亡现象，每一只动物均严格称重，精确计算

5、麻醉药量。对衰弱和过胖动物，将单位体重所需剂量适当调小。由于在麻醉期间动物的体温调节机能受到限制，出现体温下降，会影响实验结果的准确性，应给麻醉动物采取保温措施[8]，一般使用40eroid缩窄器建立了渐进性心肌缺血模型。ameroid缩窄器是一种不锈钢环，内衬具有亲水性的酪蛋白衍生物，可以吸水缓慢向内膨胀，在两三周后逐渐压迫置入环内的靶血管，乃至闭塞。该模型对冠状动脉分支的阻断是一个慢性过程，模拟了脂质在冠状动脉壁沉积，造成动脉管腔狭窄并最终闭塞的病理过程[20]。一般多用的ameroid法基本操作如下[21～25]:取左侧

6、第3，4肋间切口进路，必要时可断开肋骨；采用小切口进胸后剪开心包暴露心脏；游离lad或lcx后放置ameroid缩窄器；完全关闭心包后关胸。虽然开胸影响心肺功能，且需要一定的设备，手术操作也有一定的技术难度。但是此方法标准、可靠，重复性高，造成的损伤亦较小，术后恢复较快，有利于模型建立后的进一步实验研究。有报道应用电凝烧灼[26]或冷冻法[27～29]制作心肌梗死的报道。方法为开胸暴露心脏后，应用小高频刀的电灼电极在左前降支深部电凝1～2s。也有用探头直径为10mm的co2冷冻枪[27]或液氮在心尖及近心尖前壁建立4个紧密相连

7、的冷冻损伤模型，冷冻时间各20s。其机理是心肌细胞在超高温/超低温条件下损伤坏死，而非缺血坏死，与心肌梗死自然发病过程有较大差异。优点是稳定，不受冠脉侧支循环的干扰。当试验动物的冠状动脉细小以至于无法结扎时，烧灼或冷冻法不失为好方法，因而更多地应用于小鼠心肌梗死模型中。kim等[28]用液氮冷冻法研究了心肌梗死部位接受内皮细胞移植后血管再生情况。ismayil等[29]采用冷冻心肌损伤在犬心肌梗死模型中研究评价心肌干细胞移植。随着冠状动脉造影、经皮冠状动脉栓塞及成形等技术日臻成熟，介入性闭胸法建立心肌梗死模型的报道越来越多，尤

8、其是较大动物的心肌梗死模型。通过经股动脉切开穿刺或seldinger技术穿刺股动脉插入导管，将导管送至冠状动脉内，经导管注入栓塞剂或采用球囊导管充气闭塞冠状动脉，注入链激酶等溶栓或排除气囊内气体的方法制成再灌注模型。栓塞方法常用的是金属线圈栓子[30～32]，金属栓子的缺点是