氟西汀对海马神经元生长的影响论文

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1、氟西汀对海马神经元生长的影响论文.freela公司），37℃消化30min，中间振摇1或2次，加入10%的DMEM/F12（美国Gibco公司）5ml，轻轻吹打15次，然后1000r·min-1离心5min，制成单细胞悬液，置于CO2培养箱（德国Heraeus公司产品）中，差速贴壁30min，去除成纤维细胞，吸取未贴壁的细胞，并用200目的不锈钢滤网过滤，收集过滤后的单细胞悬液于培养皿中，然后至离心管中，取一滴单细胞悬液进行计数，并用DMEM/F12将细胞密度调到1×106ml-1，然后接种于200μg·

2、ml-1多聚赖氨酸（美国Sigma公司）包被的6孔培养板中，转移至培养箱内培养，4h后换为无血清培养基，即含2%B27的Neurobasl培养基（美国Gibco公司），以后每3天半量换液1次。使用培养6d的神经元进行染色鉴定。1.2大鼠海马神经元的鉴定1.2.1烯醇化酶（NSE）免疫细胞化学染色取培养6d6孔培养板中的盖玻片进行神经元特异的NSE免疫组织化学染色。弃去培养液，4%多聚甲醛室温固定1h，加入0.3%H2O2甲醇去除内源性过氧化氢酶，0.1%TritonX-100破膜，10%绵羊血清封闭，加入

3、一抗1∶200兔抗鼠NSE抗体，4℃湿盒过夜，0.01mmol·L-1PBS清洗，加入二抗1∶200生物素化的山羊抗兔IgG，放入37℃温箱孵育60min;0.01mmol·L-1PBS清洗，滴加SABC过氧化物酶复合物，37℃温箱中孵育60min，0.01mmol·L-1PBS清洗，滴加DAB显色液作用3～10min，自来水冲洗后，常规脱水，透明封片。光镜下观察NSE表达阳性细胞。1.2.2尼氏染色6孔培养板的细胞培养7d时，取出盖玻片进行尼氏染色。弃去培养液，0.01mmol·L-1PBS清洗，4%多

4、聚甲醛室温固定1h，0.01mmol·L-1PBS清洗3次，氯仿中1min，95%、70%乙醇各1min，蒸馏水清洗，置于1%甲苯胺蓝染液中染色20min，95%乙醇分化，在显微镜下观察控制，时间以尼氏体显示清晰为准，37℃干燥，二甲苯透明，中性树脂封片，光学显微镜下观察。1.3实验分组在培养的第3天加入氟西汀（常州第四制药厂生产），根据药物浓度不同，将实验细胞分为5组，分别加入1、10、20、40μmol·L-1氟西汀;正常对照组加入等体积的培养基。1.4海马细胞形态定量分析倒置相差显微镜（德国Zeis

5、s公司产品）下观察加药48h后的海马神经元形态，每组各孔随机选择20个视野（每个视野0.17mm2），记录每个视野内细胞长出突起的神经元数目，目镜测微尺随机测量15个神经元突起的长度和胞体的长径。1.5统计学处理应用SPSS12.0软件进行统计分析，各项检测结果以x-±s表示。多组比较及组间两两比较采用方差分析。2结果2.1海马神经元形态学观察倒置相差显微镜下观察，培养1d，细胞绝大部分贴壁，细胞形态大小不一，以单突起的小细胞为主。培养6d，神经元胞体较大，突起进一步增多、延长，并形成稀疏的网络（图1）。

6、培养12d，神经元胞体进一步增大，突起形成比较稠密的网络。培养24d，神经元胞体出现空泡，部分神经元死亡，胞体崩解，突触断裂。2.2海马神经元鉴定NSE免疫细胞化学染色:染色后光镜下观察第6天的神经细胞，胞浆和突起被染成棕黄色为NSE抗体表达阳性细胞，以3个视野中阳性神经元的数目占总细胞的比例为神经元纯度，经鉴定神经元的纯度为90%。见图2A。2.3氟西汀对海马神经元形态学的影响结果见表1和图3。不同浓度的氟西汀对海马神经元形态学指标的影响是不同的，10μmol·L-1氟西汀组海马神经元与正常对照组相比，

7、有突起的神经元数目增加、最长突起长度增长（P0.05）;40μmol·L-1氟西汀组海马神经元与正常对照组相比，有突起神经元数目减少（P0.05），最长突起长度及胞体长径无显著性差异（P0.05）;1、20μmol·L-1氟西汀组海马神经元与正常对照组相比，有突起神经元数目、最长突起长度及胞体长径无显著性差异（P0.05）。表1氟西汀对加药48h海马神经元形态学的影响（略）3讨论本实验严格控制胰酶的量和消化时间，采用了0.25%胰蛋白酶低浓度溶液、30min长时间消化的方法，尽可能减少分离过程中的化学损伤

8、。为了避免操作过程中的机械损伤，分离时动作轻柔，规律换药，每72h半量换液1次，换液时速度快，以减少对神经元生长的影响。本实验采用了差速贴壁生长，去除了成纤维细胞，并采用B27无血清培养基，可以选择性地促使神经元生长，抑制非神经元的生长和繁殖［3］，从而可以纯化海马神经元。NSE是神经元分化成熟的特异性标志酶之一，它主要表达于神经元的胞体、轴突、树突部分［4］，通过NSE免疫细胞化学染色方法，可以鉴定体外培养的新生大鼠海马神经