富血小板血浆促进骨缺损修复的进展

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1、富血小板血浆促进骨缺损修复的进展【关键词】富血小板血浆骨缺损修复富血小板血浆(plateletrichplasma，PRP)是通过离心自体全血而得到的含高浓度血小板的血浆。PRP中含有高浓度生长因子，如：血小板源性生长因子(plateletderivedgrowthfactor，PDGF)、转化生长因子β(transforminggrowthfactorβ，TGFβ)、类胰岛素生长因子(insulinlikegrowthfactor，IGF)、表皮生长因子(epidermalgrowthfactor，EGF)和血管内皮细胞生长因子(vascularendothel

2、ialgrowthfactor，VEGF)等［1～3］。经酶联免疫吸附试验证实，PRP中除IGF以外，其余四种生长因子的浓度约为体内正常浓度的3～8倍［4］。PRP在各种动物以及临床试验中显示了良好的促进骨缺损修复的特性［5～8］。自1998年Marx等［9］首次用PRP复合移植骨修复下颌骨缺损以来，国外近期已逐渐应用于口腔、整形、骨科、耳鼻喉科、神经外科等多种学科。1生长因子与富血小板血浆(PRP)的制作生长因子是一类天然生物介质，对细胞的增殖、分化、趋化、胞外基质合成及血管再生有着重要的作用［10～11］，PDGF具有较强的促有丝分裂和细胞趋化作用，可促进骨髓基质干细胞增

3、殖，也可促进周围组织或血液中的间充质细胞向局部聚集［12］。TGFβ12对成骨前体细胞有促进增殖和趋化的作用，可加速胶原形成，对组织愈合和新骨形成均有促进作用，同时能抑制破骨细胞形成，故能抑制骨吸收［13］。VEGF在伤口愈合和新生血管生成上有着重要作用［14］。IGF由于能促进Ⅰ型胶原和骨基质形成，从而能促进新骨形成［13，15］。1984年Assoian等［12］发现PRP与CaCl2及凝血酶混合后，生长因子即从血小板的α颗粒中释放出来。Assoian的这一发现，为骨缺损修复提供了一个崭新的思路，使PRP成为众多学者们研究的热点。　　目前获得生长因子的途径是基因重组或从

4、动物身上提取，但都费用多、时间较长且制作复杂。纯化的生长因子价格昂贵，生长因子的适用剂量及各生长因子之间的最佳比例还未阐明。外源性的生长因子常由于一定的免疫排斥反应而使修复达不到满意的效果。目前制备PRP的方法主要有血浆分离置换法和离心分离法。血浆分离置换法是利用多功能医用血成分自动分离设备单采PRP，制备得到浓缩PRP成分。该方法自动化程度高，制备的PRP纯度和浓度均高，但是该设备价格昂贵，限制了其在临床上的广泛应用。目前主要采用手工离心分离法采集PRP，该方法对设备要求低，价格低廉，步骤简单。但以下缺点限制了其在临床上的推广应用［16］：a)在开放的系统内制备容易受外界污

5、染；b)多个容器中转移，增加了PRP激活和被污染的机会；c)PRP回收率相对较低；d)易受操作因素的影响，制备的PRP相关指标变异系数较大。12不论是机器制作还是手工制作，其原理均相似。即利用血液中各组分的沉降系数不同，使得血液一次离心后分为三层，最底层是沉降系数最大的红细胞，最上层是上清液，交界处有一薄层(肉眼不易看出)，即富血小板层；一次离心后弃去上清液或者红细胞层，然后改变离心力再次离心，可使更多的血小板分离出来。目前对PRP制作方法还存在颇多争议。Landesberg等［17］以不同离心力和离心时间二次离心制作PRP，发现离心力大于250g会导致血小板破坏过多。如一次

6、离心时间少于5min，得到的PRP中血小板浓度与全血无显著性差异。建议一次离心后弃去红细胞，二次离心时均采取200g离心力离心10min较好。而Marx［18］认为，制作PRP时首先需要高速离心，弃去上清液后再低速离心，可更好地提取血小板。两次离心法在离心力(g)与离心时间(min)的选择上，其最佳值约为离心力乘以时间的两次总和不大于11000g·min。当超过11000g·min并随着该值的进一步增大，血小板将被大量破坏，造成生长因子流失［7］。多数学者认为，首次低速离心后吸取全部上清液和交界面下的红细胞层，于另一支离心管再次以高速离心，得到的PRP中血小板回收率较高。PR

7、P中各有效成分的含量及其比例因制作方法的不同而不同，其机制尚需进一步研究。12　　血小板与生长因子浓度的关系也较复杂，有学者认为［19］可能受制作过程中多种因素的影响所致。在体外时血小板容易受外源性刺激而遭破坏，例如抽血时间过长、针头过细、应用止血带、不适当的抗凝剂和贮血容器、摇匀程度、放置时间等都会造成人为的血小板活化。另外，血小板激活方式(冷冻激活、凝血酶激活)、激活的完全程度、生长因子检测试剂盒的灵敏度，也会影响生长因子浓度值的变化。关于PRP中血小板浓度问题，现在普遍认为只要能达到全血血小板浓度