蛛网膜下腔出血动物模型的研究进展

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1、蛛网膜下腔出血动物模型的研究进展蛛网膜下腔出血(SAH)动物模型是动物实验研究的基础和起点，对研究SAH后的病理生理变化及指导临床治疗具有重要的意义［1］,SAH的动物模型FI前主要有3种［2,3］：(1)刺破动脉，使血液聚集于血管周围。(2)外科手术暴露动脉，抽取口体动脉血注其周围。(3)抽取其他部位动脉血注入蛛网膜下腔，使其积聚于动脉周围。现就SAH的不同动物模型的制备、优缺点及应用综述如下。1脑池注血法脑池注血法是一种较常用的模型［4］。可以根据注血的次数，分为单次和二次或多次注血法，也可根据注入血的部位分为：枕大池注

2、血法、经视神经孔基底池穿刺注血法及经额极蛛网膜下腔穿刺注血法等；据注血的方式可分为容量控制型和压力控制型。1」按注血的次数分为单次注血法和二次或多次注血法1.1.1单次注血法：经单次宜接注血于蛛网膜下腔Willis环周围建立SAH动物模型。制备方法(以大鼠为例人大鼠麻醉后，在股根部摸到股动脉搏动，作一长约1cm皮肤切口，钝性分离股动脉，从股动脉抽取少量新鲜血(约().3ml)备用，在左右耳根连线摸到枕外隆凸下约0.5cm处有一凹陷即小脑延髓形成的夹角，在此处分开皮狀，找到环枕膜并穿刺，进针约1mm左右有突破感，把血缓慢注入。

3、保持动物俯卧并头低尾高位置，让血液靠重力作用下进入基底池，不至于很快扩散。模型制作成功的大鼠一般在注血后2〜3天，脑基底部蛛网膜下腔可见到凝血块，以后血块逐渐被吸收［5］。这种单次注血法建立的SAH动物模型可以较真实地模拟SAH的病理过程［6］,且操作简单，出血易于控制，但该模型建立后迟发性血管痉挛的发生率不恒定，目前在脑血管(CVS)研究中已被二次或多次注血法取代。1.1.2二次或多次注血法：为了克服单次注血法引起的血管痉挛不恒定的缺点而建立的一种较适合于蛛网膜下腔岀血后迟发性血管痉挛研究的动物模型，制备方法是在第一次枕大

4、池注血48〜72小时后重复注血，引起更严重更为持久的脑血管痉挛［7］。Varsos等采用枕犬池穿刺二次注血法，随后不断地对这种方法进行改良，Endo等通过结扎双侧颈总动脉脉降低由于SAH后CVS所致的基底动脉血流量减少而产生的侧支循环的代偿作用，再行二次注血成功制作出兔症状性CVS模型。1994年Otsuji等对Endo的模型进行改良,在第二次注射时改用OxyHb替代全血，出现更加严重的神经功能障碍，使SAH后的CVS模型更加完善。目前，此种方法因操作较简单、CVS明显，为多数人采用。但木法建立的动物模型由于需二次注血，增加

5、了颅内感染的机会，动物死亡率较高，这是英不足Z处。1.2按注血的部位分类1.2.1枕大池注血法：可直接经皮穿刺枕大池或通过枕大池预置导管再注入自体血来建立SAH模型。操作时要注意注血后迅速将头部置于头低尾高位。枕大池穿刺二次注血法操作简单、直接，可重复性好，在第一次枕大池注血48-72小吋后重复注血可引起更严重、更持久的脑血管痉挛，而且可以定量、定吋、定部位的注血。所以枕大池二次注血法可制成恒定的鼠脑血管痉挛模型，常用以研究迟发性脑血管痉挛。但枕大池穿刺风险较大，死亡率较高。1.2.2经视神经孔基底池穿刺注血法：Piepgr

6、as首先报道经Wistar大鼠视神经孔穿刺注血建立SAH模型［8］。制备方法：由左眼球后静脉丛抽取少量无抗凝自体血，用无菌干棉球压迫止血，用4号穿刺针经右视神经孔刺入基底池，见无色透明脑脊液后，将血注入基底池，再分别间隔48、96小时进行同样的操作过程。多次注血致大鼠SAH后可以产生脑血管病理改变，脑底蛛网膜轻度增厚，基底池见小积血块，部分动脉壁轻度炎性反应。病理证明经鼠视神经孔多次注血后，产生与CVS相似的轻度血管病理改变，但木模型建立的脑动脉痉挛的血管病理改变的程度较轻。1.2.3经额极蛛网膜下腔穿刺注血法：釆用小脑幕上

7、蛛网膜下腔置管，Willis环处直接注血的方法，可更加真实地模拟颈内动脉系统动脉瘤破裂时所致的病理生理状态。制备方法：动物麻醉后仰卧固定，沿颅顶正屮矢状线切开皮肤，钝性分离肌肉及骨膜，在十字缝前5mm.中线右侧3mm处颅骨钻孔。显微镜下于额极处轻轻挑开硬脑膜，见清亮脑脊液（CSF）,从额极紧贴而颅窝底蛛网膜下腔向双耳连线屮点置管，置入长度约lcm细导管达到Willis环，凹抽见脑脊液,证实未造成脑组织损伤。鼠尾动脉抽取0.3ml新鲜血并从导管内注入，在30秒内注完，动物注血后保持头低位以使血液在颅底。木法操作简单，重复性好，

8、避免了因枕大池注血所带來的危险；可以准确地控制注射的血量，并能够产生明显的血管痉挛效应，较为真实地反映颈内动脉系统动脉瘤破裂时SAH导致的病理生理状态。但操作时耍注意在二次注血时不耍太快，否则易致实验动物颅内压过高而死亡。1.3按注血的方式分为容量控制型和压力控制型：目前多数构建的蛛网膜下