细胞转染及筛选

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1、细胞转染与筛选方法总结细胞转染：对数期生长的U251细胞经含EDTA的0.25%胰酶消化后，细胞计数，接种于六孔板，每孔种植2×105个细胞，加2ml/孔完全培养基培养过夜，弃去培养基，PBS洗3次，加入2ml/孔OPTI-MEM培养基。将3μlFUGENEHD加入94μl空白OPTI-MEM培养基中，混匀，室温放置5min，加入PEGFP-N1或PEGFP-LRIG1质粒体2μg，混匀，室温放置10min，加入六孔板中。六小时后，将细胞培养基换成DMEM完全培养基。细胞筛选：转染后36h,荧光显微镜下观察细胞转染情况，48h后加入G418，其终浓度为1000μg/ml。放入细胞

2、培养箱继续培养，每两天换液，重新加入G418。待正常组细胞全部死亡（约15d）将G418浓度调整至500μg/ml，继续培养2周后，长出抗性克隆，挑取单个克隆，在96孔板中扩增，培养2周后，单个克隆已经长满整个孔，将细胞消化后转入6孔板，使用完全培养基继续培养，继而进行其他指标的检测。细胞转染操作方法转染，是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。随着基因与蛋白功能研究的深入，转染目前已成为实验室工作中经常涉及的基本方法。转染大致可分为物理介导、化学介导和生物介导三类途径。电穿孔法、显微注射和基因枪属于通过物理方法将基因导入细胞的范例；化学介导方法很多，如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质

3、体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法，有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。但是，病毒转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。需要指出的一点，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态，到转染方法的操作细节，都需要考虑。一、细胞传代1.

4、试验准备：200ul/1mlTip头各一盒(以上物品均需高压灭菌)，酒精棉球，废液缸，试管架，微量移液器，记号笔，培养皿，离心管。2.弃掉培养皿中的培养基，用1ml的PBS溶液洗涤两次。3.用Tip头加入1mlTrypsin液，消化1分钟(37℃，5%CO2)。用手轻拍培养瓶壁，观察到细胞完全从壁上脱落下来为止。4.加入1ml的含血清培养基终止反应。5.用Tip头多次吹吸，使细胞完全分散开。6.将培养液装入离心管中，1000rpm离心5min。7.用培养液重悬细胞，细胞计数后选择0.8X106个细胞加入一个35mm培养皿。8.将合适体积完全培养液加入离心管中，混匀细胞后轻轻加入培

5、养皿中，使其均匀分布。9.将培养皿转入CO2培养箱中培养，第二天转染。二、细胞转染1.转染试剂的准备①将400ul去核酸酶水加入管中，震荡10秒钟，溶解脂状物。②震荡后将试剂放在－20摄氏度保存，使用前还需震荡。2.选择合适的混合比例(1：1－1：2/脂质体体积：DNA质量)来转染细胞。在一个转染管中加入合适体积的无血清培养基。加入合适质量的MyoD或者EGFP的DNA，震荡后在加入合适体积的转染试剂，再次震荡。3.将混合液在室温放置10―15分钟。4.吸去培养板中的培养基，用PBS或者无血清培养基清洗一次。5.加入混合液，将细胞放回培养箱中培养一个小时。6.到时后，根据细胞种类

6、决定是否移除混合液，之后加入完全培养基继续培养24－48小时。三、第二次细胞传代1.在转染后24小时，观察实验结果并记录绿色荧光蛋白表达情况。2.再次进行细胞传代，按照免疫染色合适的密度0.8X105个细胞/35mm培养皿将细胞重新转入培养皿中。3.在正常条件下培养24小时后按照染色要求条件固定。脂质体介导DNA转染法脂质体(lipofectinregeant,LR)试剂是阳离子脂质体N-[1-2，3-Dioleyoxy,Propyl]-n,n,n-TrimethylammoniumChloride(DOTMA)和Dioleoylphotidye-thanolamine(DOPE

7、)的混合物[1:1(w/w)]。它适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中，是目前条件下最方便的转染方法之一。转染率高，优于磷酸钙法，比它高5～100倍，能把DNA和RNA转染到各种细胞。用LR进行转染时，首先需优化转染条件，应找出该批LR对转染某一特定细胞适合的用量、作用时间等，对每批LR都要做：第一，先要固定一个DNA的量和DNA/LR混合物与细胞相互作用的时间，DNA可从1～5μg和孵育时间6小时开始，按这两个参数绘出相应LR需用量的曲线，再选用LR和DNA两者最佳的剂量，