实验动物采血方法

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1、九、实验动物采血方法　　实验研究中，经常要采集实验动物的血液进行常规检查或某些生物化学分析，故必须掌握血液的正确采集、分离和保存的操作技术。　　采血方法的选择，主要决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值

2、以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。　　采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。现将采用血方法按动物和部位分别加以介绍。　　不同动物采血部位与采血量的关系可参考表11-7。表11-7　不同动物采血部位与采血量的关系全屏显示该表格采血量采血部位动物品种取少量血尾静脉耳静脉眼底静脉丛舌下静脉大鼠、小鼠兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊

3、兔、大鼠、小鼠兔腹壁静脉冠、脚蹼皮下静脉青蛙、蟾蜍鸡、鸭、鹅取中量血后肢外侧皮下小隐静脉前肢内侧皮下头静脉耳中央动脉颈静脉心脏断头翼下静脉颈动脉狗、猴、猫狗、猴、猫兔狗、猫、兔豚鼠、大鼠、小鼠大鼠、小鼠鸡、鸭、鸽、鹅鸡、鸭、鸽、鹅取大量血股动脉、颈动脉心脏颈静脉摘眼球狗、猴、猫、兔狗、猴、猫、兔马、牛、山羊、绵羊大鼠、小鼠　　常用实验动物的最大安全采血量与最小的致死采用血量，见表11-8。表11-8　常用实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量全屏显示该表格动物品种最大安全采血量（ml）最小致死采血量（ml）小　　鼠

4、0.20.3大　　鼠12豚　　鼠510兔1040狼　　狗100500猎　　狗50200猴1560　　(一)小鼠、大鼠采血法　　1.割(剪）尾采血　　当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.

5、5ml。　　2.鼠尾刺血法　　大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。　　3.眼眶静脉丛采血　采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4

6、cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。　　若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-3

7、00g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。　　4.断头取血　　采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。　　5.心脏采血　　鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-

8、1.2ml。　　6.颈动静脉采血　　先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。　　7.腹主动脉采血　　最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，